Triagem in vitro do extrato etanólico das folhas de Spondias purpurea L. sobre a fermentação ruminal

Resumo

Estratégias nutricionais que otimizam o uso de recursos forrageiros têm recebido destaque, incluindo práticas que favorecem a degradabilidade ruminal e a atividade microbiana. Aditivos naturais ricos em fitoquímicos demonstram ser capazes de modular a microbiota e os processos fermentativos, configurando alternativas promissoras na nutrição de ruminantes. O estudo teve por objetivo avaliar os efeitos do extrato etanólico das folhas de Spondias purpurea L. sobre a fermentação ruminal in vitro. A pesquisa utiliza delineamento inteiramente casualizado com três tratamentos: controle, monensina e extrato vegetal. A cinética de produção de gás, a degradabilidade da matéria seca e os valores de pH são avaliados em diferentes tempos de incubação. O extrato apresenta alcaloides, flavonoides, taninos, saponinas e terpenos, sugerindo potencial modulador da microbiota ruminal. Os resultados evidenciam que o extrato aumenta a produção de gases e a degradabilidade da matéria seca. Observa redução no tempo de colonização microbiana e manutenção do pH dentro da faixa adequada para fermentação. Embora a taxa de crescimento da fermentação seja inferior à do controle, a produção acumulada de gás é maior com o extrato, indicando uma maior fermentação. A monensina, por sua vez, reduz a taxa de fermentação e o volume de gases. Concluise que o extrato de Spondias purpurea L. modula a fermentação ruminal in vitro, representando uma alternativa promissora. Recomenda-se avaliar diferentes concentrações e os seus efeitos sobre ácidos graxos de cadeia curta, produção de metano, nitrogênio amoniacal e degradabilidade da fibra e dos carboidratos não fibrosos, bem como a condução de experimentos in vivo.

Palavras-chave:
aditivos naturais; metabolismo microbiano; modulação ruminal; ruminantes.

Abstract

Nutritional strategies that optimize the use of forage resources have received attention, including practices that favor ruminal degradability and microbial activity. Natural additives rich in phytochemicals have been shown to modulate the microbiota and fermentative processes, representing promising alternatives in ruminant nutrition. This study aimed to evaluate the effects of the ethanolic extract of Spondias purpurea L. leaves on in vitro ruminal fermentation. The research used a completely randomized design with three treatments: control, monensin, and plant extract. Gas production kinetics, dry matter degradability, and pH values were evaluated at different incubation times. The extract contains alkaloids, flavonoids, tannins, saponins, and terpenes, suggesting potential for modulating the ruminal microbiota. The results show that the extract increases gas production and dry matter degradability. A reduction in microbial colonization time and maintenance of pH within the appropriate range for fermentation were observed. Although the fermentation growth rate is lower than in the control, the cumulative gas production is higher with the extract, indicating greater fermentation. Monensin, in turn, reduces the fermentation rate and gas volume. It is concluded that the Spondias purpurea L. extract modulates ruminal fermentation in vitro, representing a promising alternative. It is recommended to evaluate different concentrations and their effects on short-chain fatty acids, methane production, ammoniacal nitrogen, and the degradability of fiber and non-fibrous carbohydrates, as well as conducting in vivo experiments.

Keywords:
natural additives; microbial metabolism; ruminal modulation; ruminants.

1. Introdução

Os ruminantes desempenham um papel estratégico na segurança alimentar global e na sustentabilidade dos sistemas agropecuários, devido à sua capacidade de converter biomassa vegetal em proteína animal de alto valor biológico (¹). Além disso, são capazes de aproveitar recursos frequentemente considerados resíduos ou subprodutos agroindustriais, promovendo sua valorização na forma de alimentos como carne e leite (²). Embora as forragens constituam a base da alimentação desses animais, muitos desses recursos apresentam limitações importantes, especialmente pela acentuada variação sazonal na composição nutricional e na produção de biomassa, fatores que comprometem o desempenho produtivo. Em períodos de menor qualidade nutricional, observa-se redução nos carboidratos solúveis, menor aporte de compostos nitrogenados e maior teor de lignina, características que dificultam a degradação e prejudicam a fermentação ruminal (³).

Como consequência, dietas com esse perfil aumentam a produção de metano no rúmen, resultando em perdas significativas de energia metabolizável e de nutrientes que poderiam ser direcionados à produção animal (⁴). Esse incremento na metanogênese está relacionado à maior liberação de hidrogênio durante a degradação da fração fibrosa, que é prontamente utilizado pelas arqueias metanogênicas. Além disso, esse tipo de fermentação favorece a formação de acetato em detrimento do propionato, reduzindo a capacidade de sequestro de hidrogênio e intensificando ainda mais a produção de metano (⁵).

A utilização de aditivos como os antibióticos ionóforos mostrou-se eficiente na melhoria da eficiência energética, na redução da degradação de proteínas e na regulação do pH ruminal (⁶). No entanto, o uso contínuo e indiscriminado desses compostos contribuiu para o surgimento de microrganismos resistentes, tornando-se uma preocupação de saúde pública (⁷), o que levou à sua proibição como aditivos na União Europeia (⁸). Considerando esse cenário, é fundamental adotar estratégias nutricionais que favoreçam o uso eficiente de recursos forrageiros amplamente disponíveis, mas com limitações nutricionais. Entre essas estratégias, destacam-se o manejo adequado do pastejo, que maximiza a oferta de forragem de melhor qualidade e reduz perdas por senescência (⁹); a adoção de práticas que melhorem a digestibilidade ruminal, como o uso de forragens em estádios vegetativos mais precoces ou o ajuste da oferta de fibra fisicamente efetiva (¹⁰) e a suplementação proteico-energética, reconhecida por estimular o consumo, a atividade microbiana e a degradação da fibra (¹¹). Além da inclusão de ingredientes alternativos, especialmente aditivos naturais, que constitui uma estratégia voltada à modulação da microbiota e dos processos fermentativos (¹²). Plantas ricas em fitoquímicos e seus extratos têm se destacado como alternativas promissoras aos aditivos tradicionais, oferecendo uma abordagem mais sustentável e alinhada à nutrição de ruminantes (¹³).

A Spondias purpurea L., conhecida popularmente como seriguela, é uma espécie originária da América Central e amplamente distribuída no Nordeste brasileiro. Tradicionalmente utilizada na medicina popular, apresenta propriedades antimicrobianas, antioxidantes, antidiarreicas e gastroprotetoras (¹⁴). Pesquisas conduzidas com outras espécies do gênero Spondias indicam que as respostas dos animais podem variar de acordo com a parte da planta utilizada e o nível de inclusão. A triagem fitoquímica qualitativa das folhas de S. mombin revelou a presença dos compostos bioativos taninos, flavonoides, saponinas, alcaloides e fenóis (¹⁵).

O resíduo da polpa de S. tuberosa foi associado ao aumento da ingestão de fibra e do tempo de ruminação, embora tenha reduzido a digestibilidade da matéria seca (¹⁶). Para inclusão de níveis iguais ou superiores a 50 % de S. mombin associada à farinha de mandioca elevou o consumo e o ganho de peso de ovinos, sem comprometer a digestibilidade (¹⁷). No entanto, investigações envolvendo a S purpurea L. e sua aplicação em ruminantes ainda são limitadas.

Nesse contexto, o objetivo desse estudo foi investigar o efeito do extrato etanólico das folhas de S purpurea L. na cinética de produção de gás, da degradabilidade da matéria seca e do pH ruminal em condições in vitro do ambiente ruminal.

2. Material e métodos

O experimento foi conduzido no Laboratório de Nutrição Animal da Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia (UESB), no campus de Vitória da Conquista, Bahia. Os procedimentos experimentais submetidos à Comissão de Ética no Uso de Animais da Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia (CEUA-UESB), com o número de protocolo 245/2024. As folhas da seriguela (S purpurea L.) foram coletadas, devidamente identificada e o material depositado no herbário da UESB. Imediatamente após a colheita, as folhas transportadas e realizado o procedimento de secagem do material vegetal em estufa com circulação de ar (± 40 °C) e, em seguida maceradas com um pistilo, para posterior obtenção do extrato vegetal.

Para a preparação do extrato, uma amostra de 100 gramas das folhas foram exaustivamente extraídas com etanol (99,9 %), em ciclos de 72 horas cada. Após cada extração, o material filtrado em papel de filtro e concentrado em um evaporador rotativo sendo submetido a triagem química qualitativa para presença de alcaloides, flavonoides, taninos, saponinas e terpenos, conforme metodologia descrita. Os alcaloides foram detectados pelo teste de Dragendorff. O extrato etanólico da planta (2 ml) e ácido clorídrico diluído (0,2 ml) foram colocados em um tubo de ensaio. Após a adição de 1 ml do reagente de Dragendorff, o precipitado marromalaranjado indicou a presença de alcaloides. Os flavonoides foram detectados pela adição de algumas gotas de ácido clorídrico concentrado a uma pequena quantidade da solução do extrato. O aparecimento imediato de uma coloração vermelha indicou a presença de flavonoides. Os taninos foram detectados pelo teste com cloreto férrico. O extrato etanólico (0,5 g) foi dissolvido em água destilada (5 a 10 ml) e filtrado. Algumas gotas de solução de cloreto férrico a 5 % foram adicionadas ao filtrado. A formação de um precipitado verde-escuro confirmou a presença de taninos. As saponinas foram identificadas diluindo-se o extrato vegetal (1 ml) com água destilada (20 ml) e agitando-se em uma proveta graduada por 15 minutos. A formação de uma camada de espuma (aproximadamente 1 cm) indicou a presença de saponinas. O teste de Salkowski foi utilizado para detectar terpenoides. O extrato (5 ml) foi misturado com clorofórmio (2 ml) e ácido sulfúrico concentrado (3 ml) foi cuidadosamente adicionado até formar uma camada. A formação de uma coloração marrom-avermelhada na interface indicou resultado positivo para a presença de terpenoides (¹⁸,¹⁹).

Os ingreientes utilizados para confecção da dieta incubada foram feno de tifton 85, milho moído e farelo de soja. Todos os ingredientes moídos em moinho de facas tipo Willey, utilizando peneiras de crivo de 1,0 mm. A composição química dos alimentos e da dieta experimental encontra-se na Tabela 1. Para os teores de matéria seca (MS), proteína bruta (PB), matéria mineral (MM), extrato etéreo (EE), fibra em detergente ácido (FDA), hemicelulose (HEM) foram determinados de acordo com AOAC (²⁰). Para a determinação da fibra em detergente neutro (FDN) utilizou a metodologia empregada por Mertens et al. (²¹). Os carboidratos totais (CT) foram estimados por meio da equação proposta por Sniffen et al. (²²), CT = 100 - (%PB + %EE + %MM) e os carboidratos não-fibrosos (CNF) segundo Van Soest et al. (²³), CNF = 100 - (%PB+ %EE + %MM + %FDN).

Tabela 1
Composição química dos ingredientes e da ração experimental

Ingredientes					Composição química (g/kg MS)
	MS1	MM2	PB3		EE4	FDN5	FDA6	HEM7		CT8	CNF9
Feno de tifton	895,4	66,7	59,4		14,2	848,1	498,2	349,9		859,7	11,6
Milho moído	875,6	9,2	77,1		38,1	157,5	25,4	132,1		875,6	718,2
Farelo de soja	885,8	65,3	487,0		9,6	225,9	49,7	176,2		438,2	212,3
Dieta experimental	883,5	38,2	161,8		31,2	333,6	137,4	196,3		768,8	435,1
			Proporção dos ingredientes da dieta (g/kg MS)
Dieta experimental	Feno de tifton			Milho moído					Farelo de soja
	308,0			492,0					200,0

• ¹
  Matéria Seca,
• ²
  Matéria Mineral,
• ³
  Proteína Bruta,
• ⁴
  Extrato Etéreo,
• ⁵
  Fibra em Detergente Neutro,
• ⁶
  Fibra em Detergente Ácido,
• ⁷
  Hemicelulose,
• ⁸
  Carboidratos Totais,
• ⁹
  Carboidratos Não Fibrosos.

O líquido ruminal utilizado como inoculante nos ensaios de produção de gás foi obtido de duas vacas mestiças holandesas (650 ± 50 kg de peso vivo), portadoras de cânula ruminal. Os animais possuiam livre acesso à água sendo alimentados, durante 15 dias antes do início do experimento, com uma dieta à base de capim-elefante, suplementada diariamente com concentrado composto por milho moído, farelo de soja e suplemento mineral.

O líquido ruminal foi coletado de diferentes partes do rúmen e posteriormente filtrado através de gazes, armazenado em garrafas térmicas previamente aquecidas a 39ºC e encaminhados ao laboratório. O líquido coletado dos animais doadores foram misturados em proporções iguais, sendo continuamente purgados com CO², para manter as condições de anaerobiose.

O meio de incubação preparado conforme descrito por Theodorou et al. (²⁴). Assim, a mistura foi preparada com 500 ml de água destilada, 200 ml da solução tampão, 200 ml da solução de macrominerais, 60 ml do agente redutor e 0,1 ml da solução de microminerais e o indicador “resazurina” na solução redutora. Essa mistura levemente agitada e saturada com CO² gasoso para atingir pH entre 6,8 - 6,9 e obter coloração rósea.

Os ingredientes da ração testada foram moídos (granulometria = 1 mm) e pesados separadamente em sacos de náilon (5 x 10 cm), com tamanho de poro de 50 μm (1 g de ração/saco), que foram colocados em frascos de vidro de 160 ml. Foi utilizado o delineamento inteiramente casualizado (DIC), com três tratamentos, consistindo no extrato etanólico de S purpurea L., a monensina sódica, com inclusão de 5 μM (²⁵) e o controle, sem aditivo. Como o extrato é altamente viscoso, foi diluído utilizando dimetilsulfóxido (DMSO). Em cada frasco, foram adicionados 87 ml do meio de incubação, 3 ml de DMSO puro para o tratamento controle e da monensina, e 3 ml do extrato etanólico de S purpurea L., diluído a uma concentração de 8 % em DMSO, totalizando o volume final de 90 ml para cada frasco.

No laboratório a proporção de 9:1 (v:v) do meio tampão: o líquido ruminal (10 ml) foram inoculados nos frascos e aspergidos com CO², já com o substrato e vedados com tampa de borracha expansiva. Após a injeção do inóculo nos frascos, a agulha foi mantida fixada na tampa por alguns segundos, para que eventuais gases injetados ou mesmo formados dentro dos frascos fossem eliminados (pressão zero). Em seguida, os frascos foram manualmente agitados e colocados em estufa a 39ºC (tempo zero). Os tratamentos foram em triplicata e além destes, incluídos três frascos contendo fluido ruminal e meio de incubação, que serviu como o branco.

A cinética de produção de gás foi avaliada através da técnica de produção de gás semiautomática proposta por Maurício et al. (²⁶) e modificada por Menezes et al. (²⁷). A pressão nos frascos foram medidas por um indicador de pressão por intermédio de um transdutor de pressão (Tipo T443A, Bailey e Mackey, Inglaterra) com uma agulha acoplada a sua extremidade, inserindo através das tampas dos frascos uma agulha de 21G x 1” (0,80 x 25 mm) presa ao transdutor de pressão. As leituras de pressão (em psi - pressão por polegada quadrada) foram tomadas durante o período inicial da fermentação. A produção de gás registada nos tempos 2; 4; 6; 8; 10; 12; 16; 20; 24; 48 e 72 horas.

Os dados de pressão obtidos foram transformados em volume de gases, conforme a equação proposta por Figueiredo et al. (²⁸), para a altitude local:

$$V=-\mathrm{0,02}+\mathrm{4,30}p+\mathrm{0,07}{p}^2,R^2=\mathrm{0,99}$$

Em que: “V” é o volume (ml) e “p” é a pressão dos gases dentro dos frascos de fermentação (psi).

A cinética da produção cumulativa de gases avaliada pelo modelo de Gompertz:

$$Y=A*\text{exp}(-B*\text{exp}(-k*\text{tempo}\left)\right),$$

Onde: Y= produção de gás cumulativa (ml/g); A= produção máxima de gás (ml); B= lagtime antes que a produção exponencial começar (h); K= taxa de produção específica de gás (ml/h) no tempo (h) (²⁹).

Ao final de cada período pré-determinado da fermentação (2, 6, 12, 24, 48 e 72 horas), os frascos foram removidos da estufa, sendo em seguida realizada a leitura do pH do meio. A degradabilidade aparente da matéria seca das rações foi determinada pela remoção dos sacos de náilon (²⁷) às 2, 6, 12, 24, 48 e 72 de incubação. Assim logo após a remoção, os frascos foram refrigerados para interromper a fermentação microbiana, sendo posteriormente os sacos lavados em água corrente e pesados após secagem por 12 horas em estufa de 55º C de ventilação forçada e 2 horas em estufa de 105 º C. A degradabilidade foi calculada pela diferença de pesagem do saco com amostra antes e após a incubação.

Os parâmetros do modelo foram estimados software estatístico SAS (³⁰), através do procedimento NLIN. Os dados submetidos à análise de variância (ANOVA) pelo procedimento do modelo linear geral (PROC GLM) do SAS. As médias dos tratamentos comparadas aplicando-se o teste de Tukey a 5 % de probabilidade.

3. Resultados e discussão

O extrato bruto das folhas de seriguela (S purpurea L.) apresentou alcaloides, flavonoides, taninos, saponinas e terpenos, conforme identificado no presente estudo. Resultados semelhantes foram descritos por Marisco et al. (³¹), os quais avaliaram diferentes solventes para a extração de compostos bioativos das folhas de S purpurea L., os autores observaram que o extrato etanólico apresentou maior diversidade fitoquímica em comparação aos extratos obtidos com clorofórmio, clorofórmio-metanol e acetato de etila, nos quais determinados compostos estavam ausentes.

A presença de compostos bioativos semelhantes em extratos de outras plantas reforça a importância dos métodos de extração na composição química final. Oliveira et al. (³²), ao analisarem o extrato aquoso das folhas de Moringa oleifera, identificaram saponinas, flavonoides, taninos, alcaloides e fenóis totais. Da mesma forma, Baihaqi et al. (³³) verificaram que o extrato aquoso das sementes de Carica pubescens reunia taninos, flavonoides, alcaloides, saponinas e esteroides, demonstrando a ampla distribuição dos referidos compostos em diferentes espécies vegetais.

A eficiência da extração de compostos bioativos pode ser influenciada por diversos fatores, incluindo a escolha do solvente, tamanho da partícula, temperatura, tempo e método de extração (³⁴). Esses fatores determinam não apenas a quantidade, mas também a diversidade dos fitoquímicos presentes nos extratos. Os compostos bioativos desempenham múltiplos papéis na defesa das plantas e apresentam diversas atividades biológicas que podem impactar os microrganismos (³⁵).

A complexidade química dos extratos vegetais, caracterizada pela presença dos compostos, ressalta seu potencial como fontes de moléculas bioativas (³⁶). Os compostos podem interagir com microrganismos do rúmen, alterando suas vias metabólicas e, influenciando a eficiência da utilização dos alimentos por animais ruminantes.

A Tabela 2 apresenta as estimativas dos parâmetros do modelo de Gompertz para a produção de gás in vitro, abrangendo o potencial máximo de produção de gases (A), o tempo de colonização (B) e a taxa de crescimento da produção de gás (K), após 72 horas de incubação.

Tabela 2
Estimativa dos parâmetros de produção de gás in vitro para os tratamentos Controle, Extrato e

Parâmetros	Tratamentos			P-valor	EPM
	Controle	Extrato	Monensina
A	126,59b	161,26a	126,76b	<0.0001	2,81
B	4,12a	3,81b	3,43b	0.0325	0,098
K	0,076a	0,067b	0,061c	<0.0001	0,001

O potencial máximo de produção de gases (A) apresentou diferença significativa entre os tratamentos (P < 0,0001), sendo o valor observado para o extrato (161,26 mL/g MS) superior a monensina (126,76 mL/g MS) e o controle (126,59 mL/g MS). O desempenho observado para o extrato pode estar relacionado à presença de alcaloides, flavonoides, taninos, saponinas e terpenos identificados no extrato bruto das folhas de S purpurea L.

A monensina manteve o potencial de produção de gás semelhante ao controle, indicando uma inibição da fermentação. Russell & Strobel (³⁷) descreveram a capacidade da monensina em inibir bactérias gram-positivas produtoras de hidrogênio, reduzindo o acúmulo de gás sem comprometer a digestão. Os metabólitos encontrados nas plantas possuem a capacidade de modular seletivamente a microbiota ruminal favorecendo o processo fermentativo (³⁸). A utilização de extratos vegetais pode resultar tanto no aumento da produção total de gás, em função da melhoria da fermentação, quanto na redução dessa produção, especialmente de metano, através da modulação de microrganismos metanogênicos (³⁹,⁴⁰).

No rúmen, os alcaloides têm demonstrado eficácia contra microrganismos específicos, esses compostos reduzem populações de protozoários e arqueias metanogênicas, impactando diretamente a fermentação ruminal. A redução na concentração de hidrogênio disponível para a metanogênese redireciona o fluxo metabólico para a produção de propionato, um ácido graxo volátil mais eficiente em termos energéticos, também reduzindo as emissões de metano (⁴¹).

A ação dos flavonoides inclui danos à membrana citoplasmática, inibição da síntese de ácidos nucleicos e do metabolismo energético, além de interferências na parede celular (⁴²,⁴³). Os compostos interagem com centros nucleofílicos no peptidoglicano, tornando as bactérias grampositivas mais suscetíveis devido à maior proporção desse componente em suas paredes celulares (⁴⁴). Essa ação reduz as bactérias gram-positivas, ao mesmo tempo que favorece bactérias gramnegativas produtoras de propionato, promovendo mudanças benéficas na fermentação ruminal(⁴⁵,⁴⁶).

Os taninos podem exercer efeito modulador sobre o ecossistema ruminal, reduzindo populações de protozoários e de arqueias metanogênicas, o que contribui para diminuir a produção de amônia, metano e a relação acetato:propionato (⁴⁷). A sua ação antimicrobiana pode ocorrer por diferentes mecanismos, incluindo a inibição de enzimas bacterianas e fúngicas, a formação de complexos com os substratos dessas enzimas e a interação com membranas celulares, que resulta em alterações metabólicas (⁴⁸).

A atividade sobre bactérias celulolíticas, reduz a degradação da fibra e a produção de acetato, diminuindo a oferta de hidrogênio necessária à metanogênese (⁴⁹,⁵⁰). Esses compostos também apresentam afinidade por carboidratos estruturais devido aos grupos hidroxila fenólicos, formando complexos que tornam o substrato menos acessível à fermentação microbiana (⁵¹). Além disso, a formação de complexos estáveis com proteínas no rúmen aumenta a quantidade de proteína que escapa da degradação ruminal e se torna disponível para digestão intestinal (⁵²).

As saponinas no rúmen podem formar complexos com os esteróis presentes nas membranas celulares dos protozoários, aumentando a permeabilidade, o que leva à ruptura e lise celular. Esse processo, denominado defaunação, refere-se à redução ou eliminação da população de protozoários no rúmen. No entanto, essa defaunação pode ser transitória, pois as saponinas são metabolizadas por microrganismos ruminais, que degradam sua estrutura em sapogeninas, uma forma inativa (⁵³).

A redução no número de protozoários no rúmen promove um aumento na síntese de proteínas bacterianas e retarda a renovação da proteína ruminal, resultando em maior fluxo de nitrogênio bacteriano para o duodeno. Além disso, essa diminuição afeta a produção de metano, uma vez que muitas arqueias metanogênicas vivem em associação simbiótica com os protozoários. Essas arqueias utilizam o hidrogênio gerado pelos protozoários durante o metabolismo para realizar a metanogênese. Com a defaunação, ocorre uma redução na disponibilidade de hidrogênio, limitando a atividade das arqueias metanogênicas (⁵⁴).

Os óleos essenciais são compostos principalmente por derivados do isopreno, como monoterpenos e sesquiterpenos, ou compostos aromáticos de baixo peso molecular (⁵⁵). Os terpenoides incluem monoterpenos (C10), sesquiterpenos (C15) e, em menor quantidade, diterpenos (C20) (⁵⁶,⁵⁷). Seus compostos ativos desestabilizam as membranas dos protozoários e das bactérias gram-positivas, de maneira similar aos ionóforos (⁵⁸).A natureza hidrofóbica dos hidrocarbonetos cíclicos nos terpenoides permite que eles se acumulem na bicamada lipídica das bactérias, desintegrando suas membranas e tornando-as mais permeáveis, o que resulta em translocação de íons e redução do gradiente iônico. Esse processo consome energia das bactérias, podendo levar à morte celular caso o metabolismo seja desviado para manter o equilíbrio iônico (⁵⁹).

O principal mecanismo de ação, envolve a inibição da aderência bacteriana às partículas alimentares, reduzindo a desaminação de aminoácidos e a produção de N-NH₃ no rúmen. A redução do pH ruminal também modifica o perfil fermentativo, uma vez que ambientes mais ácidos inibem bactérias fibrolíticas e favorecem a predominância de amilolíticas, o que resulta em maior produção de propionato (⁶⁰).

O tempo de colonização (B) também indicou diferença significativa (P = 0,0325), com os tratamentos monensina (3,43 h) e extrato (3,81 h) reduzindo seu tempo em relação ao controle (4,12 h). A inclusão da monensina e do extrato reduziu em 16,74 % e 7,52 % o tempo, evidenciando que ambos os aditivos aceleraram o início da fermentação. Segundo Oliveira et al. (⁶¹), o tempo de colonização é explicado pelo período entre a adesão microbiana à partícula alimentar e o início efetivo da degradação do substrato, constitui um parâmetro determinante para a taxa de crescimento microbiano, sendo assim, sua redução está diretamente associada ao aumento da eficiência desse processo. Assim, o tempo de colonização representa o período necessário para que os microrganismos consigam se fixar ao alimento e transpor suas barreiras estruturais, permitindo o acesso efetivo aos substratos fermentáveis (⁶²).

A taxa de crescimento (K), que representa a velocidade da fermentação após a fase inicial, diferiu significativamente entre os tratamentos (P < 0,0001). O tratamento controle apresentou a maior taxa (0,076 h), seguido pelo extrato vegetal (0,067 h), enquanto a monensina resultou na menor taxa (0,061 h). Tais evidências indicam que, embora a monensina tenha promovido início mais precoce da fermentação (lag time = 3,43 h), sua ação modulou a velocidade de produção de gás, reduzindo a atividade fermentativa ao longo do tempo.

O controle, apesar de apresentar o maior tempo de colonização (4,12 h), exibiu fermentação mais intensa e rápida. O tempo maior de colonização pode refletir uma menor pressão seletiva sobre as populações dos microrganismos, permitindo o estabelecimento de comunidades mais diversas antes do pico fermentativo (⁶³). O extrato vegetal apresentou um padrão de resposta, com tempo de colonização reduzido (3,81 h) e taxa de crescimento intermediária, essa resposta pode indicar que compostos bioativos presentes, atuaram seletivamente sobre os microrganismos do rúmen.

A produção cumulativa de gases aumentou ao longo do tempo em todos os tratamentos (Figura 1), com o extrato apresentando os maiores volumes totais ao final das 72 horas de incubação. A maior produção de gás observada também pode estar associada a uma maior digestibilidade da matéria orgânica, uma vez que, há forte correlação entre o volume de gás gerado e a degradabilidade dos substratos incubados (⁶⁴).

Figura 1
Produção cumulativa de gases (ml) ao longo do tempo de fermentação (72 horas) para os tratamentos: Extrato, Monensina e Controle.

Em contraste, a monensina reduziu significativamente a produção de gases, indicando um maior controle da atividade microbiana, o que pode ter reduzido a produção total de gases ao longo do tempo, já o tratamento controle apresentou valores intermediários, refletindo a fermentação natural do substrato sem aditivos. A Tabela 3 mostra que nos tempos de incubação de 2 (P = 0,3115), 6 (P = 0,5091), 12 (P = 0,9470) e 48 horas (P = 0,4576), não houve diferença significativa entre os tratamentos. No tempo de 24 horas (P = 0,0239), o tratamento com extrato (452,75 g/kg MS) apresentou maior degradabilidade da matéria seca (MS) em comparação ao controle (415,41 g/kg MS) e à monensina (418,30 g/kg MS). No tempo de 72 horas (P = 0,0402), a degradabilidade do extrato (569,31 g/kg MS) não diferiu da monensina (563,83 g/kg MS), mas foi superior ao controle (528,39 g/kg MS).

Tabela 3
Degradabilidade aparente da matéria seca (g/ kg MS) ao longo do tempo de incubação para os tratamentos Controle, Extrato e Monensina.

Tempo de incubação (horas)	Tratamentos
	Degradabilidade in vitro da MS, %
	Controle	Extrato	Monensina	P-valor	EPM
2	311,72	317,97	295,22	0.3115	5,11
6	336,14	353,59	348,19	0.5091	5,58
12	381,64	380,28	379,78	0.9470	2,36
24	415,41b	452,75a	418,30b	0.0239	2,94
48	477,64	490,03	490,23	0.4576	4,35
72	528,39b	569,31a	563,83ab	0.0402	3,81

Os resultados indicam que o extrato influenciou significativamente a fermentação ruminal e a degradabilidade da MS, apresentando um efeito distinto em relação à monensina e ao controle. A maior produção de gás foi acompanhada por uma maior degradabilidade da MS, especialmente nos tempos de 24 e 72 horas (Figura 2). O comportamento observado sugere que sua ação se estendeu ao longo da fermentação. Alvarado-Ramírez et al. (⁶⁵) relatam que o aumento na produção de gás pode estar associado à maior disponibilidade de substratos fermentáveis promovida por extratos vegetais.

Figura 2
Degradabilidade da matéria seca (g/Kg MS) ao longo do tempo de fermentação (72 horas) para os tratamentos: Extrato, Monensina e Controle.

A degradabilidade in vitro da matéria seca apresentou crescimento linear ao longo do tempo de incubação em todos os tratamentos avaliados. A ausência de diferenças na degradabilidade da MS entre os tratamentos nos tempos iniciais (2h, 6h e 12h) indica que os efeitos dos aditivos ocorrem de forma mais evidente de médio a longo prazo.

Dietas ou substratos com maior potencial fermentativo podem reduzir o tempo necessário para que a degradabilidade ocorra, uma vez que a disponibilidade de compostos prontamente degradáveis favorece a colonização inicial pelos microrganismos e acelera a taxa de degradação da matéria seca. Mertens (⁶⁷) destaca que a fermentabilidade do alimento e a velocidade de colonização microbiana são determinantes diretos do ritmo ruminal. A maior produção inicial de ácidos graxos voláteis em dietas rapidamente fermentescíveis intensifica a degradação ruminal nas primeiras horas de incubação (⁶⁸). No entanto, embora o tempo possa ser reduzido em condições de alta fermentação, a degradabilidade total depende da estabilidade do pH ruminal, pois ambientes excessivamente ácidos prejudicam a atividade das bactérias fibrolíticas e podem limitar a degradação da fração fibrosa ao longo do tempo.

Abd’Quadri-Abojukoroum et al. (⁶⁸) avaliaram extratos etanólicos de folhas ao longo de 48 horas de incubação, com o extrato de limão (Citrus limon) a maior produção de gás (140 mL/g MS) e degradabilidade (385 g/kg MS), não diferindo do controle (104 mL/g MS e 382 g/kg MS), porém a monensina reduziu a sua produção de gás (66 mL/g MS e 327 g/kg MS).

No presente estudo, os tratamentos não influenciaram o pH, porém, os tempos de incubação afetaram significativamente os valores médios, que variaram entre 6,59 e 7,06 (Tabela 4). A estabilidade do pH é fundamental para a manutenção da fermentação ruminal eficiente e da atividade microbiana. A ausência de efeito dos tratamentos, sugere que tanto o extrato vegetal quanto a monensina não comprometeram o equilíbrio do ambiente ruminal, aspecto positivo para a digestibilidade dos nutrientes.

Tabela 4
Valores de pH ruminal ao longo do tempo de incubação para os tratamentos Controle, Extrato e Monensina

	Tempo de incubação (horas)
	2	6	12	24	48	72	P-valor	EPM
Tratamentos				pH
Controle	7,04aA	6,82abA	6,82abA	6,73bA	6,64bA	6,64bA	0.0019	0.0545
Extrato	7,06aA	6,80bA	6,78bcA	6,70bcA	6,54dA	6,64cdA	<.0001	0.0329
Monensina	7,04aA	6,79bcA	6,85bA	6,70cdA	6,66deA	6,59eA	<.0001	0.0229
				P-valor
	0.9792	0.2282	0.2941	0.4190	0.3021	0.4019

A redução progressiva do pH ao longo do tempo de incubação pode indicar intensificação da fermentação microbiana, resultando em maior produção de ácidos graxos de cadeia curta (AGCC) (⁶⁹,⁷⁰). Baihaq et al. (³³) encontraram uma variação do pH entre 6,81 e 6,86 em incubação in vitro com extrato aquoso de Carica pubescens, sem alterações significativas mesmo com concentrações de extrato de até 5 %. Abd'Quadri-Abojukoroum et al. (⁶⁸) observaram que nos tempos de 16 e 48 horas de incubação com feno de Themeda triandra e 22 extratos etanólicos, o pH permaneceu na faixa normal de 6,0 a 7,0.

O teor de fibra detergente neutro (FDN) da dieta experimental do nosso estudo, pode ter desempenhado um papel na manutenção do pH ao longo do tempo. Hassan et al. (⁷¹) destacam que a fibra desempenha um papel crucial na modulação do ambiente ruminal e influenciando a estabilidade do pH ruminal. Em sistemas in vivo, a fibra fisicamente efetiva estimula a mastigação e a produção de saliva, promovendo o tamponamento do pH ruminal. No entanto, em sistemas in vitro, não há secreção salivar propriamente dita, o que existe é a utilização de uma solução tampão que busca reproduzir parcialmente a função tamponante da saliva. Dessa forma, a estabilidade do pH nesses sistemas depende diretamente da composição do tampão utilizado, bem como da taxa de fermentação dos substratos e da liberação gradual de ácidos graxos de cadeia curta (AGCC).

Ainda que o pH médio tenha diminuído em todos os tratamentos, observou-se uma tendência de redução mais acentuada no grupo suplementado com extrato, especialmente em tempos avançados de incubação. O resultado obtido confirma os dados de produção cumulativa de gás e degradabilidade da matéria seca, indicando maior fermentação nos tratamentos com extrato. Esse efeito pode explicar que apesar da redução mais acentuada do pH nos tratamentos com extrato neste estudo, os valores permaneceram dentro da faixa ideal para a fermentação ruminal (Figura 3).

Figura 3
Valores de pH ruminal ao longo do tempo de fermentação (72 horas) para os tratamentos: Extrato, Monensina e Controle.

Por sua vez, o tratamento com monensina apresentou menor variação de pH ao longo do tempo, possivelmente devido ao seu efeito modulador sobre a microbiota ruminal. Esse comportamento já foi descrito por Thomas (⁷²), que destacou a capacidade da monensina de reduzir a produção de ácidos orgânicos por populações microbianas específicas, estabilizando o ambiente ruminal. A monensina atua interrompendo o transporte de íons nas bactérias grampositivas, reduzindo a produção de ácido lático e promovendo maior produção de propionato (⁷³).

Diferentemente da monensina, os extratos vegetais afetam o pH ruminal por mecanismos diversos. Estudos indicam que a adição de extratos pode elevar o pH ao reduzir as concentrações de ácido lático e AGCC, favorecendo um ambiente ruminal mais estável. No caso do extrato de canela, rico em fenóis, taninos e flavonoides, foi observado um aumento na proporção de acetato para propionato e maior produção de gases e AGCC, resultando em variações no pH ao longo da incubação (⁷⁴).

Dessa forma, os resultados sugerem que tanto a monensina quanto os extratos vegetais podem modular a fermentação ruminal sem comprometer a estabilidade do pH. Observa-se que os perfis fermentativos diferem entre os tratamentos, o que pode indicar mecanismos de ação distintos. Contudo, essas interpretações devem ser consideradas preliminares.

4. Conclusão

O extrato etanólico de S purpurea L. modula a fermentação ruminal in vitro, com aumento da produção de gases e da degradabilidade da matéria seca. Observa-se redução no tempo de colonização microbiana e manutenção do pH em níveis adequados. Os dados preliminares indicam o seu potencial como modulador da fermentação ruminal. Recomenda-se a quantificação dos compostos bioativos do extrato e níveis de inclusão, avaliando a concentração dos ácidos graxos de cadeia curta, metano, nitrogênio amoniacal, degradabilidade da fibra e dos carboidratos não fibrosos, bem como a condução de experimentos in vivo para validação dos resultados.

Declaração de uso de IA generativa

Durante a preparação deste manuscrito, os autores utilizaram ResearchRabbit e SciSpace para auxílio na identificação e organização da literatura científica relevante. Após a utilização dessas ferramentas, os autores revisaram todo o conteúdo e assumem total responsabilidade pelo manuscrito.

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Editado por

• Editor:
  Rondineli P. Barbero

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  09 Mar 2026
• Data do Fascículo
  2026

Histórico

• Recebido
  31 Ago 2025
• Aceito
  08 Dez 2025
• Publicado
  26 Jan 2026